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Licht-/Dunkel-Sauerstoffbedarf von Plankton-Proben
O2 Messungen mit SensorVials und dem SDR SensorDish? Reader
Dr Sabine Schultes
Aquatische ?kologie, LMU München, Deutschland
Die Dynamik von Sauerstoffproduktion und -verbrauch in natürlichen Planktongemeinschaften ver?ndert sich entlang von Umweltgradienten und liefert wichtige Informationen über die Gemeinschafts?kologie und den biogeochemischen Kreislauf im pelagischen ?kosystem. Ein dominanter Kontributor zur O2-Produktion ist das Nano- und Mikrophytoplankton, w?hrend Sauerstoff von Bakterien, Phytoplankton, heterotrophen Protisten (z. B. Ciliaten) und Mesozooplankton (z. B. Krustentieren, R?dertierchen, Hydrozoen oder Ctenophoren) verbraucht wird. In diesen Experimenten testeten wir SensorVials (2 und 4 ml Format) und den SDR SensorDish? Reader von PreSens für Respirationsraten- und Photosynthesemessungen von natürlichen Planktongemeinschaften bei Licht und im Dunkeln. Die SensorVials haben unten einen integrierten optischen Sauerstoffsensor, der mit dem 24-Kanal-Reader ausgelesen wird. Auf diese Weise k?nnen mehrere Proben parallel überwacht werden.
Material & Methoden
Planktongemeinschaften wurden aus dem Teich an der LMU München, vom Brunnsee, Seeon, Deutschland, und von einer Küstenlagune bei der Sletvik Feldstation, Norwegen, gesammelt und die Wasserproben wurden in Klimakammern bei konstanter Umgebungstemperatur inkubiert. PSt5 SensorVials (PreSens GmbH, Deutschland) mit einem Volumen von 2 ml und 4 ml wurden mit Wasser gefüllt, das natürliche Planktongemeinschaften enthielt. Für ein Experiment wurden gelatin?se Zooplankton-Organismen in steril gefiltertem (0,2 ?m) Meerwasser inkubiert. Als Kontrolle wurden mindestens zwei Fl?schchen pro SDR mit steril gefiltertem Meerwasser eingesetzt. Die Kontrollinkubationen ergaben ein stabiles und zuverl?ssiges Signal zur Korrektur der gemessenen Proben. Die Vials wurden in eine leere 24-Well-Platte gestellt, die auf dem SensorDish? Reader (PreSens GmbH, Deutschland) platziert wurde, und ?nderungen der Sauerstoffkonzentration wurden alle drei bis fünf Minuten für mehrere Stunden aufgezeichnet (siehe experimentelle Details). Für Messungen im Licht wurden die Vials anstelle der Wellplatte in eine schwarze Maske (SDR-MSV24, PreSens GmbH) gestellt, um eine lichtbedingte St?rung der SDR-Optik zu vermeiden. Vials für die Dunkelmessung wurden in eine normale 24-Well Platte gestellt, und das SDR mit Platte wurde mit Aluminiumfolie bedeckt.
Licht-/Dunkel-Messungen von Seewasser mit und ohne schwarze Abschirmmaske
Die erste Messung wurde mit 4 ml SensorVials durchgeführt, die in einer transparenten 24-Well Platte angeordnet waren. Zum besseren Vergleich wurde bei 320 min eine Einpunktkalibrierung vorgenommen. Das Signal der O2 Sensor Spots im Licht (Abb. 2, helle Farben) ist im Vergleich zu den Dunkelmessungen sehr "verrauscht" (Abb. 2, dunkle Farben). Die Phytoplankton-Kinetik zeigt mehr Respiration im Dunkel als bei Licht. Für das Seewasser ist es aber genau andersherum. Die Unterschiede in den 6 Replikaten (Daten nicht gezeigt) erschweren es, eine Tendenz zu erkennen. Eine klare Reduktion in der O2 Konzentration konnte in den Copepoden-Proben aufgezeichnet werden.
Das zweite Experiment wurde mit einer schwarzen Maske, der SDR-MSV24, die von PreSens bereitgestellt wurde und für die Lichtinkubation auf den SDR gelegt wird, wiederholt. Darüber hinaus wurden neue 2 ml Vials mit Sensor Spots verwendet. Die Abnahme der O2 Konzentration mit der Zeit konnte bei Licht und im Dunkeln nachgewiesen werden (Abb. 3). Unterschiedliche Nahrungsnetz-Behandlungen verursachten keine Unterschiede in der Respiration. Wiederum wurde eine Einpunktkalibrierung bei 120 min vorgenommen, um die Steigungen besser vergleichen zu k?nnen. Das Signal der Sensor Spots bei Licht ist vergleichbar mit dem Sensorsignal im Dunkeln, was das Rauschen betrifft. Die schwarze Abschirmmaske schirmte somit die SDR-Optik effizient vor Licht ab, so dass die Sensoren st?rungsfrei ausgelesen werden konnten. Sie wurde für alle weiteren Messungen unter Lichtbedingungen verwendet. Die detaillierte Datenanalyse zeigte, dass die Abnahme der O2 Konzentration bei Licht sich von der Dunkelmessung unterschied (Abb. 3). Bei Licht wurde der Sauerstoff schneller verbraucht als im Dunkeln. Das war ein unerwartetes Verhalten, da die Atmung des heterotrophen Planktons bei Licht zumindest teilweise durch O2 Produktion – durch Photosynthese des Phytoplanktons - kompensiert werden sollte. Die schnellere O2 Abnahmerate bei Licht kann wahrscheinlich durch Temperaturunterschiede erkl?rt werden, die zwischen den zwei verwendeten SDRs beobachtet wurden. Das für die Lichtinkubation verwendete SDR war um 0,8 °C w?rmer als das SDR im Dunkeln (3). Das Experiment wurde in einem Klimaschrank bei stabiler Temperatur durchgeführt. Die zur Beleuchtung verwendeten Leuchtstoffr?hren erzeugten jedoch W?rme und wurden in unmittelbarer N?he zu den Vials und dem SDR angeordnet. Alternativ kann eine Lichtinhibierung der natürlichen Phytoplanktongemeinschaften nicht ausgeschlossen werden.
Licht-/Dunkel-Messung des O2 Verbrauchs in marinen Planktongemeinschaften unter Verwendung von 4 ml SensorVials
In diesem Experiment wurden die Ver?nderungen der O2 Konzentration in marinen Planktongemeinschaften im Licht und im Dunkeln gemessen, wobei die 4 ml SensorVials verwendet wurden. Die Zeitverl?ufe der Konzentrations?nderung bei Licht ergaben weniger negative Steigungen als für die im Dunkeln inkubierten Gemeinschaften (Abb. 4). Die Steigungen wurden um die ?nderung der O2 Konzentration, die in 0,2 μm gefiltertem Meerwasser gemessen wurde, korrigiert. Aus den Unterschieden in der Hell- und Dunkelatmung konnte die Bruttoprim?rproduktion berechnet werden (gross primary production GPP = | Rdark | + Rlight). Das Verh?ltnis von GPP / Rdark zeigt das Vorhandensein eines heterotrophen Nettosystems an. Aus den Messungen mit den SensorVials l?sst sich folgern, dass die O2 Konzentrations?nderungen sehr gering sind. Um solch kleine ?nderungen erkennen zu k?nnen, ist eine genaue ?bereinstimmung der Temperatur beider SDRs erforderlich. Obwohl es schwierig zu bewerkstelligen war, wurde gro?e Sorgfalt darauf verwendet sicherzustellen, dass beide SDRs bei den gleichen Temperaturen inkubiert wurden. Die zur Berechnung der Beatmungsdaten in Abb. 4 verwendeten Steigungen wurden über eine kurze Zeitspanne (ca. 35 min) mit der SDR-Software extrahiert, wobei alle 5 min Messungen aufgezeichnet wurden. Ein Teil der Kurve wurde gew?hlt, wo beide SDRs gleiche Temperatur zeigten und es nur geringe Temperatur?nderungen gab, z. B. ein langsamer Rückgang von 16,2 °C auf 15,8 °C. Für dieses Experiment war dies die Zeit von 120 bis 155 Minuten. Die Kinetik ist in Abb. 5 dargestellt. Zum besseren Vergleich der Steigungen wurde eine Einpunktkalibrierung bei 100 min vorgenommen.
Respirationsmessung mit gelatin?sem Zooplankton in 2 ml SensorVials
Zum Vergleich zeige ich auch die Ergebnisse einer Atmungsmessung mit Individuen der Gattung Clytia sp. und Beroe sp. Die Ver?nderung der O2 Konzentration (Abb. 6) konnte im Vergleich zur Kontrolle (0,2 μm gefiltertes Meerwasser) deutlich nachgewiesen werden. Die Kontrollen (graue Linien) zeigten ein konstantes Signal, sobald die Temperatur (rote Linie) konstant war. Die zwei Replikate von Clytia sp. (grün) zeigen sehr ?hnliche Atmung, w?hrend eines der 3 Replikate von Beroe sp. (blau) aktiver war als die anderen beiden.
Zusammenfassung
Schafft man es, die Temperatur für mehrere SDRs gleich zu halten, kann der Gebrauch von PSt5 SensorVials für die Messung der Hell- und auch Dunkelrespirationsrate sowohl in natürlichen Planktongemeinschaften als auch Zooplankton empfohlen werden. Die schwarze Maske schirmt die SDR-Optik effektiv vom Umgebungslicht ab und erm?glicht die Aufzeichnung eines klaren Sensorsignals. Sowohl die 4 ml als auch die 2 ml Vials k?nnen für die gesamte Gemeinschaftsmessung verwendet werden. Für die Messung von Zooplankton sollte die Vialgr??e an die Gr??e des getesteten Organismus angepasst werden. Wir konnten keinen negativen Effekt der kleinen (2 ml) Vials auf das gelatin?se Zooplankton von bis zu 1 cm Gr??e feststellen. Frühere Experimente von Kollegen (Daten nicht gezeigt) mit den 4ml Vials ergaben ebenfalls gute Ergebnisse für Copepoden und Cladoceren. Experimente mit Rotatoren an der LMU München zeigen ebenfalls vielversprechende Ergebnisse bei der Verwendung von 4 ml SensorVials. Man sollte jedoch die Verwendung von 2 ml SensorVials in Betracht ziehen, wenn man mit sehr kleinem Mesozooplankton arbeitet.